leptospirose e brucelose ANIMAL como problema reprodutivo em propriedade rural
Forster, K.M1*.; Recuero, A.L.C.; Marchiori, M.O.; Bermudez,V.L.; Bourscheidt,D.; Brod, C.S.; 
1Centro de Controle de Zoonoses – DMVP – FV – UFPEL
Campus Universitário s/n – Caixa Postal 354 – CEP 96010-900
*karinemf@pop.com.br

1.	INTRODUÇÃO

Os problemas reprodutivos nos animais possuem uma ampla diversidade de causas e dentre elas estão a leptospirose e a brucelose [4]. Essas patologias provocam alterações importantes na produção zootécnica, levando a perdas econômicas significativas [5].
A leptospirose é uma enfermidade de distribuição mundial que acomete animais e humanos [7], com alta prevalência em países tropicais [1]. De acordo com Speelman [14], a leptospirose afeta cerca de 160 espécies de mamíferos, sendo o rato o mais importante reservatório, seguido do cão. Répteis, aves, anfíbios e peixes também servem de reservatórios da enfermidade, evidenciado pelo isolamento do agente nessas espécies [3]. Têm-se como conseqüência, o aumento de abortos ou natimortos, placentites e necroses de cotilédones. Em relação ao leite, ocorre queda da produção e agalactia [7].
A brucelose animal é uma zoonose de importância mundial, podendo atingir numerosas espécies de animais domésticos e silvestres, não somente ruminantes, mas também suínos, carnívoros, eqüídeos, lagomorfos e roedores [8].
No Brasil não existem estudos concretos sobre as perdas econômicas ocasionadas pela brucelose bovina. Nos Estados Unidos estimou-se, em 1983, que as perdas por brucelose bovina foram na ordem de 32 milhões de dólares, apesar do programa americano de erradicação da brucelose ter se iniciado há mais de 40 anos [13].
O presente trabalho teve por objetivo avaliar as causas dos problemas reprodutivos dos animais de uma pequena propriedade rural do município de Pelotas/RS, através do diagnóstico laboratorial da leptospirose e da brucelose.

2.	MATERIAL E MÉTODOS

As amostras foram obtidas a partir do sangue de várias espécies animais de uma pequena propriedade rural, situada no distrito da Cascata, no município de Pelotas, voltada à produção de leite para subsistência, que vinha sofrendo há dois anos com problemas reprodutivos, como aborto e natimortos nos suínos e bovinos. Além destes sinais foram observados outros sinais clínicos, tais como: febre, anorexia, emagrecimento, queda na produção leiteira. 
Durante o aparecimento dos sinais clínicos, os proprietários foram orientados por um médico veterinário da EMATER a administrarem dihidroestreptomicina na dose de 25 mg/Kg nos bovinos e que deveriam suspender o consumo de leite devido ao período de carência do medicamento. Ao persistirem os sintomas, os proprietários solicitaram a presença dos profissionais do CCZ/UFPel para a investigação epidemiológica, a coleta das amostras de sangue e para as orientações quanto aos procedimentos a serem realizados.
Foram coletados um total de 11 animais, dos quais 7 eram bovinos, 3 caninos e 1 ovino, em tubos Vacutainer, sendo processado e analisado no CCZ/UFPel, através da pesquisa direta em microscopia de campo escuro (DFM) e do teste de soroaglutinação microscópica com antígenos vivos (MAT). O sangue de um suíno, de um felino e de um eqüino foram coletados em tubos Vacutainer contendo meio de transporte (solução salina tamponada com pH 7,2 com 1% de soro de coelho), para a manutenção das leptospiras no deslocamento entre a coleta e a inoculação em meio de cultura para a tentativa de isolamento.
As amostras de sangue, após a chegada ao laboratório, foram processadas de maneira a separar-se o soro dos demais componentes sangüíneos, através da centrifugação a 3.000 x g durante 5 minutos. Feito isso, o soro dos animais foi colocado em tubos ependorf para facilitar o manuseio do material. As amostras com meio de transporte foram imediatamente repicadas em tubos contendo meio de Fletcher (Difco Laboratories) e incubadas a 30°C. 
O MAT para leptospirose, foi realizado conforme Faine [6], com uma bateria de diagnóstico com 16 sorovares leptospirais (australis, bratislava, butembo, patoc, mini, copenhageni M20, sejroe, icterohaemorrhagiae RGA, ballum, grippotyphosa Moskva V, pomona, hardjo hardjoprajitno, wolff, hardjo lely, shermani e tarassovi), 1 leptonema ( illini ) e 8 isolados locais (hook, kito, 206, isoton, tande. 380, skoll, caco).
Para a triagem dos soros, o diagnóstico da brucelose foi realizado através do teste do antígeno acidificado tamponado, Rosa Bengala (RB), conforme Alton et al [2].

3.	RESULTADOS E DISCUSSÃO

A Tabela 1 apresenta os resultados dos testes laboratoriais realizados no CCZ/UFPel nos 14 animais estudados.

Tabela 1 – Resultados dos testes laboratoriais para a leptospirose e brucelose realizadas em 14 animais, no CCZ/UFPel.

DIAGNÓSTICO	AMOSTRAS/ESPÉCIES/TÍTULOS	
	1	2	3	4	5	6	7	8	9	10	11	
	B	B	B	B	B	B	B	O	C	C	C	
Rosa Bengala	-	-	-	-	-	-	-	-	-	-	-	
DFM	+	-	-	+	+	+	+	+	+	+ 	-	
MAT (sorovares)	-	-	-	+	-	-	-	+	-	-	-	
Caco								100				
380				200								
Illini				200								
		 B= Bovina; O= ovina; C= canina

As amostras inoculadas em meio de cultura permanecem em estufa a 30°C, sendo examinadas semanalmente. Nenhuma cultura foi positiva até o momento.
A sintomatologia dos animais, a confirmação da presença de roedores na propriedade e a detecção de espiroquetas em 8 (72,7%) animais suspeitos, reforça a suspeita de leptospirose na propriedade. 
A avaliação sorológica revelou que apenas 2 (18,2%) animais foram reagentes na MAT, tal fato pode ser atribuído à ação do antibiótico, utilizado de forma precoce, inibindo o estímulo para uma maior produção de anticorpos pelos animais, já que não existe um histórico de vacinação para nenhuma espécie na propriedade.
Animais infectados podem apresentar títulos sorológicos abaixo do amplamente aceito como o título mínimo significante de 100 (diluição final). Isto é particularmente verdadeiro com a infecção leptospiral adaptada ao hospedeiro, como no caso do sorovar hardjo em bovinos, quando um título de 100 ou maior é considerado como significante, a sensibilidade do teste é de somente 41% e, ainda quando o título mínimo significante é reduzido para 10, a sensibilidade do teste chega a 67% [5].
Observa-se também, que as reações positivas ocorreram para sorovares isolados do ecossistema local (caco e 380) e para um leptonema (illini), indicando reação cruzada com algum outro sorovar patogênico não constante na bateria de diagnóstico.
Na MAT, o soro suspeito deve ser enfrentado com um número expressivo de antígenos leptospirais, entre os quais estejam representantes dos principais sorogrupos patogênicos [6] e de todos os sorovares comuns da localidade de ocorrência dos casos [16]. Os títulos de anticorpos geralmente são maiores com antígenos provenientes da região onde estão ocorrendo os surtos ou casos do que com as cepas de antígenos estocadas no laboratório ainda que do mesmo sorogrupo [15,9]. Portanto, um número expressivo de sorovares deve ser utilizado no teste de diagnóstico para que sejam detectados sorovares pouco comuns ou não detectados até então [11]. As reações da MAT podem não corresponder exatamente ao sorogrupo que causou a infecção, sendo a capacidade de predizer o sorogrupo infectante menor do que 40% [12].
Quanto a brucelose, de acordo com os resultados do teste do antígeno RB, todos os animais foram negativos, embora o antígeno não tenha boa sensibilidade para as espécies canina e ovina [2]. 

4. CONCLUSÕES

Podemos concluir através da análise realizada, que a propriedade necessita de uma reformulação na sua estrutura e na disposição dos animais, evitando-se assim a promiscuidade entre as espécies. O diagnóstico laboratorial executado revelou evidência de infecção dos animais, ainda que a utilização de antibioticoterapia possa ter interferido no resultado da leptospirose, e que é necessário intensificar pesquisas para isolamento de agentes prevalentes no ecossistema local.

5.	REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

[1] ACHA, P.N.; SZYFRES, B. Zoonosis y enfermidades transmissibles comunes al hombre y a los animales. Organización Panamericana de la Salud. 2a ed. 1986. p. 112-120.
[2] ALTON,G.G., JONES, L.M.; ANGUS, R.D.; VERGER, J.M. Paris: Institut National de la Recherche Agronomique, 1998. 190p.
[3] BINDER, W.D.; MERMEL, L.A. Leptospirosis in an urban setting: case report and review of an emerging infectious disease. Journal of Emergency Medicine, v. 16, 1998, p 851–856.
[4] BLOOD, D.C.; HENDERSON, J.A., RADOSTITS. Clínica Veterinária. 5 ed., Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1983. 1121p.
[5]. Ellis W.A. The diagnosis of leptospirosis in farm animals. In: The Present State of Leptospirosis Diagnosis and Control, Ellis W.A. & Little T.W.A., eds. Martinus Nijhoff, Dordrecht, The Netherlands, 13-31, 1986.
[6] Faine S. Guidelines for the control of leptospirosis. Geneve, World Health Organization, (WHO Offset Publication nº 76), 1982.
[7] FAINE, S.; ADLER, B.; BOLIN, C.; PEROLAT, P. Leptospira and Leptospirosis. 2 ed., MediSci: Melbourne, Austrália. 1999. 272p.
[8] GARIN-BASTUJI, B., VERGER, J.M. Brucella abortus and Brucella melitensis. In: The significance of Pathogenic Microorganisms in Raw Milk, Belgium: International Dairy Federation, cap. 12, 1994. p. 167-182.
[9] Hergt R. Meaning of serotype Patoc (biflexa complex) for the diagnosis of leptospirosis by microscopic agglutination test. Zentralblat und Bakteriology. 235: 506-511, 1976.
[10] HIGGINS, R.J. ; HARBOURNE, J.F. ; LITTLE, T.W.A.; STEVENS, A.E. Mastitis and abortions in dairy cattle associated with Leptospira of the serotype Hardjo. Veterinary Record. 1980.107:307-310.
[11] Katz AR, Manea SJ, and Sasaki DM. Leptospirosis on Kauai: investigation of a common source waterborne outbreak. American Journal of Public Health. 81:1310-1312, 1991.
[12] Levett PN. Leptospirosis: re-emerging or re-discovered disease? Journal of Medical Microbiology. 48: 417-418, 1999.
[13] MINISTÉRIO DA AGRICULTURA, PECUÁRIA E ABASTECIMENTO. Manual técnico do programa Nacional de controle e erradicação da Brucelose e tuberculose - PNCEBT. Versão Preliminar. 2003. 126p.
[14] SPEELMAN, G.H. Leptospirosis. In: FAUCI, AS. Harrison's principles of internal medicine. New York: McGraw-Hill, 1995. v. 1. cap 176, p. 1036-1037.
[15] Tan DSK and Welch QB. Evaluation of Leptospira biflexa antigens for screening human sera by the microscopic agglutination (MA) test in comparison with the sensitized-erythrocyte-lysis (SEL) test. Southeast Asian Journal of Tropical Medicine and Public Health. 5:12-16, 1974.
[16] Torten M. Leptospirosis, p. 363-420. In H. E. Stoenner, M. Torten, and W. Kaplan (ed.), CRC handbook series in zoonoses, section A: bacterial, rickettsial and mycotic diseases, vol. I. CRC Press, Boca Raton, Fla., 1979.